При гистохимическом исследовании все изученные ферменты (НАДНдиафораза, СДГ, ЛДГ) выявлены в клетках эпителия роговицы у животных как контрольной, так и экспериментальной группы. Они определяются во всех слоях эпителия, однако визуально не удавалось отметить какихлибо различий в активности ферментов ни между базальным и шиповатым слоями, ни в отдельных топографических зонах (центр - периферия роговицы).
При воздействии ПМГ цитофотометрическая оценка гистохимических реакций выявила нарастание средней активности НАДНдиафоразы (в 1,3 раза) и СДГ (в 1,6 раза) в цитоплазме клеток, что свидетельствует о стимулирующем влиянии ПМГ на окислительновосстановительные процессы в эпителии роговицы. Активность ЛДГ не менялась. Ранее отмечено, что высокая активность СДГ и других дегидрогеназ характеризуют нормальный метаболизм этой ткани, а ее снижение служит показателем повреждения [Cejkova J. et al., 1992; Salla S. et al., 1995; Feng Y. et al., 2004]. Поскольку ЛДГ рассматривается как маркер дифференцировки эпителия роговицы [HernandezQuintero M. et al., 2002], можно предположить, что отсутствие изменений ее активности при введении ПМГ обусловлено высоким уровнем его дифференцировки или значением устойчивой активность ЛДГ в поддержании тканевого гомеостаза.
При введении ПМГ выявлены ранее отсутствовавшие различия активности ферментов в отдельных топографических зонах с ее нарастанием от центра к периферии роговицы. Так, активность НАДНдиафоразы у мышей контрольной группы значимо не различается в центральной и периферической зонах, а после введения ПМГ эти различия становились значимыми и достигали 1,5 раза Аналогичным образом, различия активности СДГ достигают 1,6 раза. Указанные различия не выявлены для ЛДГ.
Дифференциальная оценка эффекта ПМГ с учетом различных слоев эпителия показала, что его действие значимо для активности НАДН-диафоразы в базальном слое, СДГ - в базальном и шиповатом слоях. Влияние ПМГ на активность ЛДГ во всех слоях эпителия по отношению к таковой в контрольной группе не выявлено. Между тем, количественная оценка гистохимических реакций обнаружила также различия активности всех исследованных ферментов между слоями эпителия (базальным и шиповатым), которые отсутствовали в контрольной группе. После введения ПМГ соотношение активности ферментов в базальном и шиповатом слоях составило 1,6, 1,4 и 2,0 для НАДН-диафоразы, СДГ и ЛДГ соответственно.
В целом, на основании полученных данных можно заключить, что ПМГ вызывал усиление метаболической активности в эпителии роговицы, которое было выраженным примерно в равной степени для СДГ и НАДН-диафоразы и практически не проявлялось в отношении ЛДГ. Этот эффект может являться частично следствием нарастания митотической активности, что согласуется с нашими данными о ее максимальной выраженности в периферических отделах роговицы - участке с наиболее активной пролиферацией клеток. Однако выявление эффекта ПМГ в шиповатом слое указывает на его способность активировать метаболизм дифференцированных клеток. Характерным следствием воздействия ПМГ явилось возрастание гисто-энзимологической неоднородности с появлением различий в активности ферментов между зонами и слоями внутри пласта.
Изменение структурно-функциональных показателей эпителия языка при воздействии пептидного морфогена гидры. Эпителий языка у исследованных животных имеет типичную структуру, характерную для этой ткани у мышей и крыс [Мамонтов С.Г., 1968; Рыбаков В.П., 1984; Hill M.W., 1988; Loe H. et al., 1972; Maier H. et al., 1994; Schroeder H.E., 1981, 1987]. Он обладает структурными различиями на различных поверхностях. На вентральной поверхности он многослойный плоский ороговевающий со сравнительно тонким роговым слоем, под ним располагается собственная пластинка слизистой оболочки со слабо выраженным папиллярным слоем. На дорсальной поверхности языка в средней части органа эпителий имеет различное строение в области нитевидных сосочков и расположенных между ними интерпапиллярных зон. Нитевидные сосочки языка имеют вид асимметричных заостренных пирамидных структур и образованы первичными и вторичными выпячиваниями собственной пластинки [Kobayashi K. et al., 2001, 2004], покрытыми многослойным плоским ороговевающим эпителием; его роговой слой распределен неравномерно по поверхности сосочков, преобладая на их выпуклой стороне. Показатели толщины эпителиального пласта у мышей контрольной группы (41,2 ± 0,23; 42,0 0,17 и 57,1 ± 0,31 мкм на дорсальной поверхности в области сосочков, между ними и на вентральной поверхности соответственно) примерно совпадают с описанными в литературе [Hill M.W., 1988; Hill M.W. et al., 1981].В целом, полное (хотя и неодинаково выраженное) ороговение эпителия языка во всех его участках отражает особенности питания грызунов и является дополнительным защитным приспособлением, препятствующим повреждению этой ткани грубой пищей [Быков В.Л., 1996,1997; Schroeder H.E.,1981; Dale B.A. et al., 1990].
После введения ПМГ структура эпителия языка на обеих поверхностях, в целом, не менялась по сравнению с таковой в контрольной группе. Однако, как показало визуальное исследование, подтвержденное данными морфометрии, толщина эпителия увеличивалась (преимущественно за счет шиповатого слоя) на вентральной поверхности языка (в 1,8 раза), на дорсальной - между сосочками (в 1,4 раза). В области сосочков значимых изменений этого показателя не отмечено.
Нарастание толщины эпителия в языке рассматривают как приспособительный механизм, который в сочетании с повышенной скоростью обновления эпителия усиливает его барьерные свойства и препятствует проникновению в эпителий микробов, их продуктов, а также аллергенов, мутагенов и канцерогенов [Быков В.Л., 1996, 1997; Cameron I.L., 1966; Dale B.A. et al., 1990; Goldberg M., 1993; Hill M.W., 1988; Hill M.W. et al., 1981; Schroeder H.E., 1981; Ten Cate A.R., 1994]. Напротив, истончение эпителия рассматривается как неблагоприятный признак, вследствие которого эпителий и подлежащие ткани подвергаются усиленному воздействию повреждающих веществ, в частности, канцерогенов [Maier H. et al., 1994].
Утолщение эпителия при введении ПМГ является прямым следствием нарастания пролиферативной активности его клеток. У мышей контрольной группы митотическая активность эпителия на дорсальной поверхности языка (3,2 ± 0,26 и 2,9 ± 0,38‰ - в области сосочков и между ними соответственно) и на его вентральной поверхности (3,0 ± 0,18‰), по нашим данным, значимо не различается и лежит в пределах величин, описанных в литературе [Мамонтов С.Г., 1968; Радивоз М.И. и др., 1991, Рыбаков В.П., 1984; Тимошин С.С., Жданова Т.Ф., 1987; Cameron I.L., 1966; Hill M.W., 1988; Hill M.W. et al., 1981].
После введения ПМГ нарастание митотической активности было особенно выраженным на вентральной поверхности языка, где этот показатель увеличился в 1,7 раза по сравнению с таковым в контроле, менее существенное увеличение отмечено на дорсальной поверхности между сосочками (в 1,5 раза), тогда как в области сосочков статистически значимые изменения активности пролиферации отсутствовали. Полученные данные полностью согласуются с результатами авторадиографического анализа: у крыс после введения ПМГ значимо в 1,3 раза возросло количество ДНКсинтезирующих клеток в эпителии (увеличение ИМЯ с 9,04 ± 0,55‰ до 11,8 ± 0,42‰) на вентральной поверхности языка (дорсальная не исследовалась). При этом ИМ увеличился в 1,2 раза (с 16,4 ± 0,37 до 19,7 ± 0,98).
Полученные нами данные о стимулирующем влиянии ПМГ на пролиферативную активность эпителия языка согласуются с результатами других исследователей [Лебедько О.А., Тимошин С.С., 1994; Лебедько О.А. и др, 1997; Сазонова Е.Н. и др. 1997; Хомичук А.Ю., С.С. Тимошин, 1990], которые, однако, изучали эту ткань без учета ее топографических особенностей в органе. Между тем, эпителий различных топографических зон языка существенно различается не только своим строением, выраженностью гетероморфии, но и клеточной кинетикой, а также биоритмическими характеристиками [Kellett M. et al., 1989; Potten C.S. et al., 2002]. В этой связи интересно, что, по нашим данным, до введения ПМГ митотическая активность клеток в базальном слое эпителия языка значимо не различалась во всех трех изученных локализациях, однако после введения ПМГ она увеличивалась неравномерно, в результате чего через 1 сутки после заключительной инъекции она оказывалась более высокой на вентральной поверхности, чем на дорсальной. Таким образом, под влиянием ПМГ заметно усиливалась гетероморфия эпителия языка.
Данные количественного гистохимического анализа подтверждают выводы о стимулирующем влиянии ПМГ на эпителий языка, поскольку они свидетельствуют о повышении активности всех изученных ферментов. Последнее выражено неодинаково в зависимости от топографических зон языка: оно более выражено на вентральной поверхности (в 1,9-2,4 раза для разных ферментов), а на дорсальной поверхности отмечено лишь в участках эпителия между сосочками языка (в 1,5-1,8 раза). В области сосочков изменения отсутствовали.
Воздействие ПМГ приводило не только к общему повышению метаболической активности ткани, но и к появлению ранее отсутствовавших топографических гистоэнзимологических различий: активность НАДН-диафоразы и ЛДГ в эпителии, расположенном на вентральной поверхности языка, стала значимо превышать таковую на дорсальной (в 1,7 и 1,8 и раза соответственно). Вызванное введением ПМГ повышение активности ферментов не может быть отражением лишь усиленной пролиферации, так оно происходило не только в базальном, но и в шиповатом слое, содержащем преимущественно дифференцирующиеся клетки.
Изменение структурно-функциональных показателей эпителия пищевода при воздействии пептидного морфогена гидры. Многослойный плоский ороговевающий эпителий пищевода мышей контрольной группы имеет типичное строение, характерное для грызунов, в частности, для исследованного вида. Ороговение этого эпителия определяются свойственным данному виду характером питания [Бажанов А.Н., 1978; Быков В.Л., Исеева Е.А., 2006; Исеева Е.А., Быков В.Л., 2006; Leblond C.P et al., 1964; Oliveira J.A. et al., 1990; Schonnagel B., 2005]. Граница между эпителием и подлежащей собственной пластинкой слизистой оболочки сравнительно ровная, соединительнотканные сосочки, вдающиеся в эпителий, выражены слабо, поэтому существенные колебания толщины эпителия в различных участках отсутствуют. По данным морфометрическогo исследования, толщины эпителиального пласта у животных контрольной группы составляет 58,1 ± 1,13 мкм, а его базального, шиповатого и рогового слоев - 4,8 ± 0,07, 36,3 ± 0,21 и 15,5 ± 0,33 мкм соответственно. Эти величины лежат в пределах, которые описаны у взрослых мышей [Быков В.Л., Исеева Е.А., 2006; Исеева Е.А., Быков В.Л., 2006; Schonnagel B., 2005].
У животных, получавших ПМГ, структура эпителия, в целом, не изменялась, однако толщина эпителиального пласта значимо увеличилась в 1,4 раза, шиповатого слоя - в 1,7 раза, базального - в 1,3 раза по сравнению с аналогичными показателями в контроле. Толщина зернистого и рогового слоев после введения ПМГ значимо не изменялась. Описанные изменения типичны для реакции пищевода и других многослойных эпителиев на факторы, которые вызывают усиленный рост этой ткани [Black D.D et al., 1990; Bove M., et al., 2005; Farrell C.L et al., 1999; Geboes K., Desmet V., 1978; Juhl C.O. et al., 1995; Oliveira J.A. et al., 1990; Seefeld U. et al., 1977]. Разрастание эпителия пищевода в условиях повреждения с увеличением толщины служит одной из его главных защитных реакций [Быков В.Л., Исеева Е.А., 2006; Livstone E.M. et al., 1977]. Увеличение толщины эпителия с (преимущественным за счет шиповатого слоя) после воздействия ПМГ указывают на стимуляцию пролиферации эпителия и увеличение популяции дифференцирующихся клеток.
Эти результаты согласуются с обнаруженным нами увеличением митотической активности в эпителии в 1,4 раза (с 16,5 ± 0,46 ‰ в контрольной группе до 23,1 ± 0,27 ‰). Величины показателей митотической активности, а также данные о преимущественной локализации пролиферирующих клеток в базальном слое эпителия пищевода мышей согласуются с данными литературы [Исеева Е.А., Быков В.Л., 2006; Рыбаков В.П., Романов Ю.А., 1989; Duan H. et al., 1993].
При проведении гистохимического исследования у животных контрольной группы НАДНдиафораза, СДГ, ЛДГ выявлены во всех слоях эпителия, кроме рогового, что согласуется с данными, представленными в литературе [Исеева Е.А., Быков В.Л.. 2006; DeLahunta A., 1965]. Введение ПМГ не меняло характера распределения продуктов гистохимических реакций в клетках эпителия пищевода, однако вызывало нарастание активности НАДНдиафоразы и СДГ в базальном (в 1,6 и 1,4 раза) и шиповатом слоях (в 1,3 и 1,5 раза) и ЛДГ - в шиповатом слое (в 1,4 раза).
Характерной особенностью метаболической реакции эпителиоцитов на ПМГ служит появление различий в активности ферментов между слоями эпителия, которые отсутствовали в контрольной группе. Так, после введения ПМГ появились значимые различия в активности НАДНдиафоразы и ЛДГ между базальным и шиповатым слоями (при соотношениях 1,3 и 1,36).
Увеличение активности изученных ферментов в эпителии пищевода после введения ПМГ, вероятно, частично обусловлено нарастанием пролиферативной активности, что согласуется с повышением активности гистохимических реакций в базальном слое, где сосредоточен основной пул пролиферирующих клеток. Вместе с тем, ПМГ вызывает нарастание активности исследованных ферментов и в шиповатом слое - зоне дифференцирующихся клеток. Таким образом, в целом, стимулирующее влияние ПМГ на эпителий пищевода проявляется усилением его пролиферации и метаболической активацией при неравномерной реакции отдельных его слоев и усилении структурной и функциональной неоднородности ткани.
Изменения структурно-функциональных показателей эпителия щитовидной железы при воздействии пептидного морфогена гидры. Щитовидная железа мышей контрольной группы имеет типичное фолликулярное строение и состоит из функционально ведущего эпителиального компонента - продуцента тиреоидных гормонов, представленного фолликулярным и интерфолликуляным эпителием, коллоида (тиреоглобулина), который является секреторным продуктом тиреоидного эпителия, и стромой, содержащей сосуды и нервы [Быков В.Л., 1979, 2001]. При использованной стандартной гистологической окраске еще один функционально важный компонент щитовидной железы - С (парафолликулярные) клетки, продуцирующие кальцитонин, - не выявляется, однако в связи с незначительным объемом, который они занимают в железе [Petko M. et al., 1976; Conde E. et al., 1991], их включение в состав объема тиреоидного эпителия не может существенно повлиять на точность измерений.